CÂMARA DE NEUBAUER: HISTÓRIA, CARACTERÍSTICAS, USOS - BIOLOGIA - 2025

A câmara de Neubauer, hematômetro ou hemocitômetro, é um instrumento de laboratório que consiste em uma placa de vidro espessa especial. Esta câmera é usada para contar alguns tipos de células, como glóbulos vermelhos, glóbulos brancos e plaquetas, embora possa ser usada para contar esporos, espermatozoides, parasitas, etc.

Apresenta algumas características muito peculiares, visto que é constituído por 3 zonas, uma central de contagem e duas zonas de apoio. Cada câmara tem duas zonas de contagem ou retículos, uma na parte superior e outra na parte inferior.

Câmara de Neubauer. Fonte: SantiBadia. Imagem editada.

Eles têm várias divisões em forma de grade. As áreas de contagem são os quadrados médios encontrados nos 4 cantos de ambas as gratículas, mais o quadrado central.

A montagem da câmera deve ser feita com muito cuidado, pois qualquer detalhe influencia na contagem de células. Muitos erros podem ser cometidos, mas se algum deles ocorrer, a câmera deve ser desmontada, limpa e remontada. Os principais erros incluem o seguinte:

Transbordar a câmara ou underfilling, deixar a câmara secar, tentar retirar o excesso de líquido com gaze, inclinar a câmara ao transportá-la, encher uma câmara suja ou úmida, não misturar bem a diluição ou amostra, entre outros. Todos esses erros resultarão em um valor irreal.

História

A câmara de Neubauer é um instrumento de precisão e o processo de fabricação passa por um rígido controle de qualidade. Foi criado para a contagem precisa de partículas ou elementos formados por mm ³, como células em vários líquidos. Seu gráfico delicado é esculpido com um lápis de diamante.

Características da câmara de Neubauer

A câmara inteira tem o tamanho de uma lâmina normal para que possa ser colocada na platina do microscópio.

A câmara consiste em três superfícies retangulares centrais (a, b, c). Na zona “b” está localizada a zona R ou zona de contagem, também chamada de retículo. Um de cada lado da câmera, separado pela zona "d".

Diagrama gráfico da Câmara de Neubauer. Fonte: Guia Prático de Hematologia. Escola de Bioanálise da Universidade de Carabobo, Venezuela.

Cada retícula é uma área polida que contém a área de contagem gravada. Consiste em um quadrado com uma área de superfície de 9 mm ² e é dividido internamente em 9 quadrados com uma área de superfície de 1 mm ² cada. Os quatro quadrados dos cantos são divididos em 16 quadrados menores (0,0625 mm ² de área).

Essas grades são formadas por uma série de linhas milimétricas que se cruzam, constituindo grades perfeitamente representadas graficamente e delimitadas pelas medidas que foram especificadas. Essas linhas foram gravadas com uma ponta de diamante.

Retículo de Neubauer melhorado. Fonte: Guia prático de Hematologia da Escola de Bioanálise da Universidade de Carabobo, Venezuela.

Os quatro lados correspondem à área de contagem. É nestes lados ou cantos que a maioria das células (glóbulos vermelhos e leucócitos) é contada, enquanto as plaquetas são contadas na área central.

A zona central tem mais divisões, consiste num quadrado de 1 mm ² dividido em 25 quadrados com uma área de superfície de 0,04 mm ² cada. Estes, por sua vez, são divididos em 16 grades com área de 0,0025 mm ².

Descrição do retículo de Neubauer melhorado. a) Quadrado dos cantos, b) praça central, c) praça mediana da praça central. Fonte: Guia prático de Hematologia da Escola de Bioanálise da Universidade de Carabobo, Venezuela.

As zonas “a” e “c” servem de suporte para colocar um objeto de cobertura especial denominado lâmina hematométrica ou cobertura de hematímetro.

A altura entre a folha e a superfície de contagem é de 0,1 mm. As medições da área de superfície das caixas de contagem, bem como a altura da câmara e a diluição da amostra, são dados necessários para fazer os cálculos finais.

Formulários

É usado para contagem de células. É especialmente útil na área de hematologia, pois permite a contagem das 3 séries de células sanguíneas; ou seja, glóbulos vermelhos, glóbulos brancos e plaquetas.

No entanto, pode ser usado em outras áreas, por exemplo, para contar esperma, esporos, bactérias ou outros itens de importância dependendo do tipo de amostra.

Como se usa?

Preparação de amostra

Para realizar a contagem de células, geralmente é iniciada a partir de uma diluição anterior. Exemplo: para contar os glóbulos brancos, prepare uma diluição 1:20 com o líquido de Turk. A diluição é bem misturada antes de carregar a pipeta e montar a câmara de Neubauer.

Há momentos em que uma diluição de 1:20 não é suficiente para contar. Por exemplo, em pacientes que sofrem de certos tipos de leucemias crônicas. Nestes casos, diluições maiores como 1: 100 devem ser feitas.

Se, por outro lado, a contagem for muito baixa, como nas leucopenias graves, diluições menores podem ser feitas para concentrar a amostra. Exemplo: você pode fazer uma diluição de 1:10.

As alterações feitas influenciam os cálculos.

Montagem da câmara Neubauer

A câmara de Neubauer é montada colocando a lâmina hematométrica na área central. Ambos devem estar bem limpos e secos. Para posicionar a lamela, ela é pega pelas bordas e gentilmente deixada cair na câmera.

Este é preenchido colocando a ponta de uma pipeta automática Thoma ou pipeta em um ângulo de 35 ° na borda da zona de carregamento. O líquido é descarregado suavemente e a área de carga é preenchida por capilaridade. Isso é feito de ambos os lados para carregar os dois retículos.

As retículas não devem ser sobrecarregadas e tampouco lhes deve ser negado líquido. A carga deve ser exata. É importante que o enchimento seja feito de forma homogênea, ou seja, não deve haver bolhas.

Depois de montada a câmara, ela é deixada em repouso por 2 minutos para que as células precipitem para o fundo e sua visualização e contagem sejam mais fáceis.

Após o período de descanso, é montado na platina do microscópio óptico para observação. Primeiro, ele é focado com uma objetiva de 10X e, se necessário, depois vai para 40X.

Para melhorar sua visualização, a passagem da luz do microscópio é reduzida. Para isso, o condensador é baixado e o diafragma ligeiramente fechado.

Contando

Para a contagem de leucócitos ou leucócitos, deve-se contar toda a superfície dos quatro cantos quadrados medianos e o quadrado central de cada retículo.

A contagem começa no quadrado no canto superior esquerdo. Você começa no primeiro quadrado da primeira linha, ou seja, da esquerda para a direita até chegar à extremidade oposta.

Lá você desce e olha para trás da direita para a esquerda até chegar à outra extremidade, e assim por diante, as células dentro de cada grade são contadas em zigue-zague. As 16 grades de cada quadrado mediano são contadas.

Para evitar contar uma célula duas vezes, existem regras sobre as células localizadas nas linhas de limite de cada grade. As células nas linhas esquerda e superior são contadas e as células nas linhas direita e inferior são ignoradas.

Um contador manual de células deve estar disponível para que o operador pressione a tecla do dispositivo tantas vezes quantas células forem observadas. Com o uso do contador, o operador pode contar sem ter que erguer os olhos do campo microscópico. No final da contagem, você verá o número total de células contadas.

Cálculos

Para os cálculos, você pode proceder de várias maneiras. Uma única gratícula pode ser contada ou ambas podem ser contadas e ambas são calculadas. Nessas duas situações, as células contadas devem ser multiplicadas por um fator, que nesse caso seria 40. E assim ^obtém -se a contagem total por mm ³.

Mas se as duas grades são contadas e a média não é tirada, ela deve ser multiplicada por um fator diferente, neste caso por 20.

-Fator de multiplicação

Veja como o fator de multiplicação é calculado.

Vários dados são levados em consideração para os cálculos, incluindo o título de diluição, a altura da câmara e a área contada.

Diluição

A diluição padrão usada é 1:20 para a contagem de leucócitos.

Altura da câmara

A altura entre a câmara e o lençol sanguíneo é de 0,1 mm.

Área contada

Se 5 quadrados de área de 1 mm ² forem contados, isso significa que a área de contagem total é 5 mm ². Esses dados devem ser multiplicados pela altura da câmara para obter o volume total contado. Ou seja, 5 mm ² x 0,1 mm = 0,5 mm ³.

Fórmulas e cálculos

Com os dados que temos diz-se:

Se em 0,5 mm ^{3 -} há --- número de células contadas

Em 1 mm ³ --- haverá - X n ° de células

Número X de células = (número de células contadas x 1) / 0,5 mm ³

Mas a diluição também deve ser levada em consideração. Portanto, a fórmula é a seguinte:

(número de células contadas x 1) x 20 / 0,5 mm ³

Finalmente, para resumir, o número de células contadas pode ser multiplicado por 40. Assim, o valor de leucócitos por mm ^{3 é obtido}.

Se as duas retículas forem contadas, os dados da área contada são alterados, que neste caso seriam 10 quadrados, ou seja, 10 mm ². E um volume total contado de 1 mm3. A fórmula seria:

(número de células contadas x 1) x 20/1 mm ³

Portanto, neste caso, o fator de multiplicação seria 20.

Erros

-Se ao carregar a câmera for excedido ou excedido com líquido, a altura da câmera irá variar. Isso resulta em uma contagem maior do que a real. Se você tentar tirar o excesso com gaze ou algodão, é um grande erro. Essa ação fará com que as células se concentrem, aumentando a contagem.

-Se estiver mal carregado, a contagem será menor que a real.

-Se a câmera estiver montada e secar, não é mais possível contar porque dará resultados errados.

-Se a diluição da amostra não for bem misturada antes do carregamento da câmara, existe o risco de erro na leitura, pois as células não serão distribuídas de maneira homogênea. Portanto, haverá uma concentração menor ou maior de células, dependendo se a amostra é retirada da superfície do líquido ou do fundo do tubo, respectivamente.

-A presença de bolhas diminui a quantidade de líquido que deve entrar no retículo, interferindo na correta visualização e distribuição das células. Tudo isso afeta significativamente os resultados.

-Durante a contagem, não olhe para cima do microscópio até que cada grande quadrado esteja completo para evitar se perder.

-Uma razão para o erro é inclinar a câmera após a montagem. Por esta razão, a platina do microscópio deve ser cuidadosamente elevada.

Recomendação

Se por algum motivo você detectar uma anormalidade no enchimento da câmara, é recomendável desmontar essa preparação, limpar a câmara e remontar do zero.

Tome muito cuidado ao limpar a câmera para evitar arranhar a mira. Por outro lado, fique atento, pois a lâmina hematométrica é delicada e frágil. O manuseio incorreto pode quebrá-lo.

Antes de começar a contar, verifique se as células estão bem distribuídas. Uma distribuição desigual de células ocorre devido à mistura ou diluição inadequada da amostra. Se isso acontecer, a montagem deve ser repetida.

Uma maneira de saber se as células estão bem distribuídas é comparando a contagem de cada quadrado grande, o número de células contadas para cada quadrado não deve ser exageradamente diferente de um para o outro.

-Se a contagem de leucócitos estiver acima de 50.000 mm ^3, é aconselhável repetir a contagem, fazendo uma diluição maior.

-Se você alterar a diluição, deve recalcular o fator de multiplicação, pois isso influencia a fórmula.

Referências

1. Cardona-Maya W, Berdugo J, Cadavid A. Comparação da concentração de espermatozoides usando a câmara de Makler e a câmara de Neubauer. Actas Urol Esp 2008; 32 (4): 443-445. Disponível em: scielo.
2. Câmara de Neubauer. (2018, 27 de março). Wikipédia, a enciclopédia livre. Data da consulta: 04:10, 23 de junho de 2019 em es.wikipedia.org
3. Meneses A, Rojas L, Sifontes S. Aplicação de um método alternativo de contagem na Câmara de Neubauer para determinar a concentração de Trichomonas vaginalis. Rev. Cub Med Trop 2001; 53 (3): 180-8. Disponível em: researchgate.net
4. Gómez-Pérez Roald E. Análise do espermograma. Rev. Venez. Endocrinol. Metab. 2007; 5 (2): 19-20. Disponível em: ve.scielo
5. Guia prático de hematologia da Escola de Bioanálise da Universidade de Carabobo. Venezuela. 1998